做皮下移植瘤时，很多实验室已经形成了一套很固定的操作：细胞消化下来，计数，和Matrigel按1:1混匀，然后打到裸鼠或者NSG小鼠皮下。

为什么加Matrigel？

最常见的答案很简单：成瘤更稳。

这个答案本身没有问题。Matrigel确实能够提高很多难成瘤细胞、原代肿瘤细胞以及部分PDX样本的移植成功率，缩短肿瘤潜伏期，也能减少接种后的细胞快速丢失。对于一个目标只是“先把瘤稳定做出来”的实验，它非常好用。

但机制研究最容易忽略的一点也恰恰在这里。

Matrigel并不是一种单纯帮助细胞留在注射位置的惰性胶。

它来自小鼠Engelbreth-Holm-Swarm肿瘤的基底膜提取物，主体包含层粘连蛋白、Ⅳ型胶原、巢蛋白等大量细胞外基质成分，同时还包含种类复杂且批次间存在波动的生长因子、细胞因子和其他蛋白。细胞接种以后，突然得到了一套额外的黏附位点、机械环境和生存信号。

这时问题就变得复杂了。

如果研究的基因本来影响细胞与ECM黏附，Matrigel可能把缺失的黏附条件补回来；如果研究Integrin-FAK-YAP信号，它可能直接参与这条通路；如果研究血管生成，它本身就会重新塑造早期血管环境；如果研究肿瘤干性和极限稀释成瘤频率，它又可能让原本难以独立启动肿瘤的细胞获得额外的生存支持。

甚至同一个基因，在不加Matrigel时敲低后几乎不成瘤，加了以后差异明显缩小。这不一定说明实验失败，反而可能提示这个基因真正控制的是“肿瘤细胞对外源基质支持的依赖”。

因此，移植瘤里真正需要问的并不是“Matrigel到底能不能加”。

更值得判断的是：这篇课题研究的机制，会不会刚好和Matrigel提供的生物学功能重叠。

一旦发生重叠，Matrigel就从一个造模辅料变成了实验变量。

Matrigel最容易被误解成一种“固定细胞用的胶”。

实际上它更接近一套高度复杂的人工基底膜微环境。

其中含量较高的层粘连蛋白、Ⅳ型胶原和巢蛋白，可以为细胞表面的Integrin等黏附受体提供大量配体。细胞从培养皿消化下来以后，本来会突然失去原有黏附环境。悬浮状态下重新注射到皮下，很多细胞还没来得及和宿主ECM建立稳定联系，就可能因为失巢、机械损伤和营养不足而死亡。

Matrigel可以迅速给这些细胞提供一个临时“落脚点”。

与此同时，它形成的三维凝胶可以降低细胞在注射区域快速扩散的概率，使更多细胞集中保留在局部。对于接种细胞数量很少的实验，这一作用尤其明显。

除此之外，Matrigel中还可以存在TGF-β、EGF、FGF、IGF、PDGF等多种生物活性因子。不同商业产品和不同批次中的具体水平会发生变化，但可以确定的是，它并非一个化学成分完全明确的惰性支架。

所以细胞打进Matrigel以后，同时得到的是黏附、生长、生存和力学环境。

这些恰好又是很多肿瘤机制研究最关心的内容。

肿瘤细胞在培养皿中能够长期传代，并不代表它进入小鼠皮下以后一定能够顺利启动肿瘤。

接种后的最初几天其实存在一个非常明显的瓶颈。

细胞需要在缺乏成熟血供的情况下存活，需要适应低氧和营养不足，需要抵抗失巢相关死亡，还要逐渐招募宿主血管、成纤维细胞和其他基质成分。

很多细胞最后没能长成肿瘤，失败发生在这一阶段。

Matrigel最擅长做的事情，就是降低这个早期瓶颈。

历史上很多乳腺癌、卵巢癌、前列腺癌以及原代肿瘤样本都出现过类似现象：不加Matrigel时成瘤率较低，加入以后take rate明显升高，部分细胞的肿瘤潜伏期也明显缩短。

这说明Matrigel对“肿瘤起始”具有很强影响。

但也正因为如此，研究tumor initiation、肿瘤干性、失巢抵抗和ECM依赖时，成瘤率不再只是肿瘤细胞自身属性的直接读数。

宿主、接种位置、Matrigel和观察时间共同决定了最终结果。

Matrigel对很多模型的影响集中在移植瘤建立早期。

等肿瘤逐渐长大以后，宿主血管、成纤维细胞和自身ECM会不断进入肿瘤，最初注射的Matrigel也会逐渐被降解和替换。

因此，在一些模型里可以看到一个很有意思的现象：

Matrigel明显提高第一次成瘤成功率，但把已经形成的肿瘤重新传到另一只小鼠，即使不再加入Matrigel，肿瘤仍然能够继续生长。

这提示Matrigel提供的主要帮助可能发生在“刚刚建立肿瘤生态”的那个窗口。

但早期影响并不会因此失去意义。

如果A组有更多细胞活过了最初3天，B组只有少数克隆幸存，那么后续即使两组Matrigel都已经消失，肿瘤的克隆组成、血管建立速度和局部基质依然可能不同。

所以Matrigel虽然可能是一个暂时存在的材料，却有机会改变后面整条肿瘤发展轨迹。

假设研究Gene X。

体外实验发现，敲低Gene X以后细胞贴壁变差，FAK磷酸化降低，在低血清和悬浮条件下更容易死亡。

随后把NC和shGene X细胞都与50% Matrigel混合做皮下移植瘤。

结果两组都稳定成瘤，而且最终肿瘤体积差异很小。

此时很容易得到一个结论：Gene X的体内作用并不明显。

但还有另一种解释。

Gene X缺失真正造成的是细胞无法快速建立ECM黏附，而Matrigel恰好向它提供了大量层粘连蛋白和Ⅳ型胶原，把这个缺陷部分补偿掉了。

从机制角度看，这个结果反而非常重要。

它提示Gene X可能并不单纯控制增殖，而是决定细胞在缺少外源基质支持时能否完成早期定植。

如果去掉Matrigel以后，两组差异突然扩大，这条机制就开始清楚了。

所以对ECM相关基因来说，“Matrigel把表型救掉”本身就是一条值得追的结果。

Matrigel不只会削弱组间差异，也可能放大差异。

假设Gene X本身提高Integrin表达或者增强细胞对层粘连蛋白的响应。

加Matrigel以后，实验实际上给了细胞大量可以利用的基质配体。

Gene X高表达组因此获得更强的黏附和存活优势，两组移植瘤差异可能比普通皮下环境更加明显。

这时候结果依然是真实的，但结论边界需要写清楚。

它证明的是Gene X在富含基底膜ECM的环境中能够增强肿瘤生长。

如果进一步想证明Gene X在一般肿瘤环境中都具有相同作用，就需要更换基质条件进行验证。

所以Matrigel真正改变的是“实验给细胞提出的问题”。

同一个基因在有Matrigel和没有Matrigel的移植环境里，可能面对的是两个不同的生存挑战。

Integrin、FAK、Src、YAP/TAZ、黏附斑和细胞骨架，是Matrigel最容易产生机制交叉的一类方向。

原因并不复杂。

Matrigel本身就是ECM。

当研究某个基因通过Integrin-FAK调节肿瘤生长时，如果所有移植细胞都被包在高浓度基底膜提取物中，实验就相当于人为给这条通路提供了大量上游输入。

此时至少需要回答三个问题。

第一，敲低Gene X以后，Matrigel能不能部分恢复FAK、AKT或YAP信号。

第二，不加Matrigel时，体内表型是否更加明显。

第三，更换另一种ECM以后，Gene X效应还能不能存在。

如果这些问题都没有解决，仅凭“Matrigel皮下瘤变小+FAK下降”就建立完整的ECM机制链，证据会偏弱。

更有价值的研究反而是把matrix dependence正式放进实验设计。

Matrigel本身就是经典体内血管生成实验常用材料。

这已经足够说明它和血管之间关系密切。

肿瘤接种以后，Matrigel形成的三维基质会改变内皮细胞迁移、血管进入方式以及局部生长因子可利用性。不同细胞系对这种变化的反应还不完全相同。

所以研究VEGF、FGF、血管生成、血管成熟或者肿瘤内皮时，如果所有动物都用了Matrigel，最终看到的CD31变化需要更加谨慎解释。

尤其不要默认“Matrigel在所有组都一样，所以它不会影响组间差异”。

如果候选基因本身调节细胞对Matrigel环境的响应，或者改变肿瘤细胞分泌的血管因子，matrix × gene之间就可能发生交互作用。

这时候更好的设计不是简单把Matrigel删掉，而是增加±Matrigel条件，看看血管表型是否具有基质依赖性。

EMT和侵袭研究经常关注细胞怎样突破基底膜、重塑ECM并进入周围组织。

如果皮下接种时直接加入大量Matrigel，细胞一开始就被包裹在一个人工基底膜样环境中。

它可能给细胞提供更多黏附位点，也可能改变细胞的伸展方式、极性和蛋白酶需求。

因此一个“促进侵袭”的基因，在Matrigel环境里表现出来的体内优势，未必等同于它在真实器官基底膜中的作用。

而且普通皮下瘤本身也不是特别理想的侵袭模型。

如果课题核心落在局部浸润、基底膜突破、神经浸润或淋巴转移，原位模型通常会比单纯皮下Matrigel模型提供更多病理信息。

Matrigel可以让瘤长出来，却不能自动把皮下模型升级成真实侵袭模型。

极限稀释移植是研究tumor-initiating capacity非常常见的方法。

把10⁵、10⁴、10³、10²甚至更低数量的细胞分别接种，记录每个剂量有多少只动物成瘤，再估算肿瘤起始细胞频率。

当接种细胞非常多时，少量外源基质对最终是否成瘤的影响可能没有那么突出。

当每个位点只剩下几十、几百个细胞时，情况完全不同。

此时每一个细胞能否熬过接种后的早期应激都会直接影响最终take rate。

Matrigel提供的黏附和生存支持就会明显改变检测灵敏度。

经典的人黑色素瘤研究已经提示，仅改变宿主免疫缺陷程度、是否加入Matrigel以及观察时间，就可以让估算出来的tumor-initiating cell frequency发生巨大变化。

所以极限稀释得到的频率，更准确的理解是：

在这一套具体移植条件下，有多少细胞具有可检测的成瘤能力。

它不是一个脱离宿主和基质环境以后永远固定的“细胞内在常数”。

不能仅凭这一项结果下结论。

成瘤率受到很多环节影响。

细胞在注射前的活率、接种后的局部保留、失巢抵抗、ECM黏附、早期血管建立和宿主免疫都可以改变最终tumor take。

一个处理让细胞更抗凋亡，就可能提高低剂量成瘤率，却并不一定改变传统意义上的自我更新能力。

同样，Matrigel让更多细胞度过了移植初期，也可能提高估算出来的肿瘤起始频率。

因此研究“干性”时，体内极限稀释非常重要，但最好继续结合连续传代、自我更新、克隆形成以及与具体干性机制一致的证据。

如果所有“干性结论”最终只落到一张Matrigel极限稀释表上，证据仍然容易受到移植条件影响。

Growth Factor Reduced Matrigel，也就是生长因子降低型Matrigel，确实能够减少部分可溶性生长因子的干扰。

如果研究EGF、FGF、TGF-β等生长因子相关机制，它通常比普通Matrigel更加合适。

但需要注意一个很重要的边界：

“growth factor reduced”不等于“biologically inert”。

它依然包含大量层粘连蛋白、Ⅳ型胶原等ECM成分，依然可以激活Integrin相关信号，依然具有三维力学性质，而且它也不是一种化学成分完全明确的材料。

此外，“reduced”意味着降低，并不意味着所有生长因子完全归零。

所以如果课题研究的是Integrin、FAK、YAP、ECM重塑、基底膜或者机械微环境，仅仅把普通Matrigel换成GFR Matrigel并没有从根本上解除机制重叠。

GFR更适合理解成“降低一部分变量”，而不是把Matrigel变成空白对照。

论文Methods里经常只有一句：

“Cells were mixed with Matrigel at a ratio of 1:1.”

看起来已经足够标准化，实际还缺很多信息。

首先，最终Matrigel比例虽然都是50%，总注射体积不同会直接改变每个位点的基质总量。

其次，Matrigel在低温下是液体，温度上升以后逐渐凝胶化。细胞混匀、装针、操作速度以及注射前是否已经部分凝胶，都会影响最终细胞分布。

再次，细胞浓度也会改变细胞和ECM的相对关系。

100 μL里装10⁶个细胞和10⁴个细胞，即使Matrigel比例完全一样，每个细胞能够接触到的基质支持条件也并不相同。

所以真正应该固定的是细胞数、Matrigel比例、总体积、批次和操作温度。

对于极限稀释实验尤其如此。

低细胞剂量组如果同时改变了基质比例，最终已经很难判断成瘤差异来自细胞数还是ECM环境。

Matrigel来源于生物组织提取物，因此它天然存在批次差异。

除了蛋白组成，生长因子水平、机械性质和凝胶行为都可能发生变化。

如果第一批实验的NC和KD用的是Lot A，第二批补实验使用Lot B，再把两批数据直接合并，很容易引入额外噪声。

更危险的情况是：

对照组和实验组因为实验安排问题，恰好用了不同批次Matrigel。

这时任何细微的成瘤差异都可能受到lot effect影响。

所以长周期移植瘤研究最好在实验开始前估算材料需求，尽量让一批正式比较使用同一Lot。

如果确实需要跨批次重复，批次应该被明确记录，并尽量在每个Lot中同时包含所有实验组。

这是一个很小的实验细节，却可能直接影响可重复性。

强调Matrigel的干扰，并不意味着所有机制研究都应该直接取消它。

有些细胞本身在皮下几乎无法稳定成瘤。

如果完全不加Matrigel，NC组成瘤率只有30%，敲低组只有10%，最后很难判断是真实机制差异还是整个实验已经落入低成功率和高随机波动。

原代细胞、PDX来源细胞、低细胞剂量实验也经常存在类似问题。

这时候Matrigel具有明确价值。

科学问题应该从“要不要绝对禁止Matrigel”转到“为了保证模型可用性，我们需要多少外源基质支持”。

能用30%完成稳定成瘤，就没有必要机械使用50%；Growth Factor Reduced已经足够，就没有必要继续使用普通高生长因子版本。

最重要的是让模型保留足够成瘤窗口，同时不要给研究机制额外添加超过必要程度的上游信号。

真正值得警惕的并不是“Matrigel对所有实验都有很大影响”。

已有研究也发现，在某些特定肿瘤细胞模型中，加入与否对成瘤率和总体生长影响并不明显。

所以不能反过来把Matrigel描述成一个必然制造假结果的材料。

影响大小高度依赖细胞类型和研究机制。

这也是预实验真正有价值的原因。

如果怀疑研究基因和ECM有关，可以直接做一个2×2设计：

这四组得到的信息远远超过单纯NC和KD两组。

假设无Matrigel时NC和KD差异非常大，加Matrigel以后差异明显缩小，提示外源基质可以补偿Gene X缺失。

如果无Matrigel差异很小，加Matrigel以后差异明显放大，则提示Gene X可能参与细胞读取基底膜信号。

如果两种条件下差异都稳定存在，则说明Gene X体内作用对Matrigel依赖较低。

如果Matrigel只提高两组take rate，却几乎不改变相对差异，那么它更接近一个技术性辅助条件。

原本令人担心的实验干扰，经过这样的设计以后，反而变成了定位机制的一种工具。

假设Gene X敲低后不加Matrigel几乎不能成瘤，而加入Matrigel后成瘤能力明显恢复。

这时最值得追的不是马上换掉Matrigel重做一遍，而是问：

Matrigel究竟提供了什么，把Gene X缺失的表型补回来了？

可以先从ECM依赖方向拆分。

例如分别使用层粘连蛋白、胶原或者其他更明确的基质，看哪个成分具有类似rescue作用。

如果层粘连蛋白能够恢复，而胶原Ⅰ不能，就可以继续定位Integrin受体。

随后再观察FAK、Src、AKT、ERK、YAP等信号是否同步恢复。

进一步阻断相关Integrin以后，如果Matrigel的rescue消失，一条非常完整的因果链就形成了：

Gene X缺失降低细胞对特定ECM的适应能力，外源基底膜通过另一套黏附信号进行补偿。

这比单纯“Gene X促进肿瘤生长”深入得多。

另一种情况同样值得研究。

Gene X过表达组和对照组不加Matrigel时差异一般，加Matrigel以后肿瘤增长差距迅速扩大。

这种结果提示Gene X可能提高细胞利用外源ECM资源的能力。

可以进一步检测Integrin谱、黏附斑、细胞骨架、matrix remodeling以及蛋白酶活性。

如果Gene X高表达细胞在层粘连蛋白上铺展更快、FAK激活更强，并且阻断某个Integrin以后体内差异被消除，就能够把“Matrigel依赖”变成机制证据。

所以出现Matrigel依赖性并不意味着实验“不干净”。

只要设计合理，它本身就可以构成新的科学问题。

如果研究的问题高度依赖某一种ECM，使用成分更加明确的材料往往更有价值。

研究胶原重塑，可以考虑胶原体系；研究特定层粘连蛋白—Integrin互作，可以使用定义的层粘连蛋白；研究机械环境，则可以使用能够独立调整硬度、黏附肽和降解性的合成水凝胶。

定义型基质最大的优势，是可以一次只改变一个变量。

例如保持材料硬度完全相同，只改变RGD密度；或者保持黏附配体不变，只改变应力松弛。

这样才能真正建立“某一个ECM属性导致某一个细胞命运”的因果关系。

Matrigel的优势正好相反。

它非常容易让很多细胞活下来，但很难告诉我们究竟是哪一个成分发挥了作用。

所以它适合建立模型，定义型材料更适合拆机制。

皮下组织并不是多数肿瘤原本生长的器官。

把乳腺癌细胞种在背部皮下、把胰腺癌细胞种在皮下，细胞都需要重新适应一个非常陌生的ECM和组织环境。

Matrigel因此可能明显提高成瘤率。

到了乳腺脂肪垫、胰腺、肝脏等原位环境以后，宿主已经能够提供更接近原器官的基质、细胞和旁分泌信号，Matrigel带来的额外价值可能发生变化。

而且原位研究往往更关注侵袭、器官特异微环境和转移。

这时外源基质本身又更容易成为机制变量。

所以皮下模型中“必须加Matrigel”的经验，不能直接复制到所有原位模型。

模型位置改变以后，最好重新验证接种基质条件。

PDX和原代肿瘤材料最大的难点之一就是engraftment。

患者样本量有限，细胞经历组织离体、运输和处理以后已经受到明显损伤，如果移植失败，样本往往无法重新获得。

在这一场景中，Matrigel提高take rate具有非常现实的价值。

对于主要目标是建立PDX资源、扩增患者样本或者进行药敏评价的项目，优先保证稳定移植通常是合理选择。

如果研究问题进一步进入患者原始ECM、CAF、肿瘤—基质互作或者基底膜信号，就需要重新考虑。

因为Matrigel同时添加了鼠源肿瘤来源的ECM。

这时最好把早代PDX、Matrigel使用情况以及后续鼠源基质替代问题一起纳入解释。

模型越接近微环境研究，越需要知道实验中这块基质到底来自患者、宿主，还是人为添加。

一个可重复的移植瘤方法，至少应该把以下信息写清楚：使用的是普通还是Growth Factor Reduced Matrigel，生产厂家和批次，细胞与Matrigel比例，每个位点接种的细胞数、总体积、接种位置以及具体宿主小鼠。

如果进行了低细胞剂量或极限稀释实验，还应该保证不同细胞剂量之间Matrigel条件一致，并说明观察成瘤的最长时间。

另外需要说明所有比较组是否使用同一批次、同一比例的Matrigel。

如果实验中途改变了Matrigel批次，最好在原始记录中保留清楚。

这些信息看起来都属于Methods细节，实际上它们决定了其他实验室能不能真正重复结果。

特别是研究ECM和干性时，“with Matrigel”三个单词远远不够。

Matrigel最有意思的地方，是它可以主动变成一个“外源微环境扰动”。

例如一个基因敲低后皮下不成瘤，Matrigel可以完全救回，这就可以研究ECM补偿机制。

某种耐药细胞只有在Matrigel环境里显示明显优势，可以进一步研究ECM-mediated drug resistance。

某个肿瘤干性亚群在无Matrigel条件下和普通细胞成瘤差异巨大，加入Matrigel后差异缩小，可以研究微环境支持是否降低了对特定tumor-initiating state的依赖。

某个细胞系加入Matrigel以后血管模式发生明显改变，则可以继续研究肿瘤细胞如何读取基底膜环境并重新组织血管。

甚至还可以比较普通Matrigel、GFR Matrigel、单一层粘连蛋白和定义型水凝胶，将“复杂基底膜支持”一步步拆成具体配体、力学和生长因子效应。

这时候Matrigel已经不只是一个造模条件。

它成为了研究肿瘤细胞如何利用微环境的一种实验工具。

1、先判断课题机制和Matrigel有没有直接交叉

如果研究ECM、Integrin、FAK、YAP、血管生成、侵袭、Anoikis、干性、Dormancy等方向，应当把Matrigel列为潜在实验变量。

如果研究机制与这些过程距离较远，可以先把它作为模型技术条件处理，但仍建议进行基本验证。

2、先做一个小规模±Matrigel预实验

比较成瘤率、肿瘤潜伏期和生长速度。

如果细胞本身可以稳定成瘤，而且加入Matrigel没有明显增加模型质量，正式实验可以考虑不使用。

如果不加以后模型波动巨大，则保留Matrigel更合理。

3、确定最低必要基质条件

在保证成瘤稳定的前提下，避免机械套用固定的1:1比例。

根据细胞特点确定是否需要GFR Matrigel及适合浓度。

4、机制高度相关时增加2×2设计

把Gene manipulation和Matrigel condition同时作为实验变量。

通过interaction判断基因效应是否依赖外源ECM。

5、把成瘤率和后期生长速度拆开

一个基因可能只影响take rate和latency，却不影响已经建立肿瘤后的growth rate。

另一个基因可能完全不影响成瘤，却显著降低后期增长。

这两种机制不能统一写成“促进肿瘤生长”。

6、极限稀释实验固定所有移植条件

除了细胞数量以外，宿主、注射位置、Matrigel比例、总体积和观察时间尽量保持一致。

最后得到的是特定实验条件下的tumor-initiating frequency。

7、Matrigel出现rescue时继续拆ECM成分

通过单一ECM、受体阻断和下游信号验证，找到真正产生补偿的matrix–receptor axis。

8、Matrigel放大表型时验证这种依赖能否离开Matrigel

可以更换胶原、层粘连蛋白或原位模型，确认这一机制是否在更接近真实肿瘤的ECM中仍然存在。

9、血管和微环境研究增加组织层验证

不能只比较肿瘤体积。

需要进一步观察血管、CAF、坏死、胶原以及与研究机制对应的局部微环境变化。

10、正式实验尽量锁定同一Lot

不同实验组同时进入同一批实验，避免基因组别和Matrigel批次完全重合。

11、终点机制检测考虑肿瘤大小差异

如果Matrigel导致起瘤速度明显不同，终点时两个肿瘤可能已经处在不同缺氧和坏死阶段。

需要根据研究目的考虑固定时间和size-matched两种取材。

12、最终建立三层证据

第一层证明肿瘤表型真实存在。

第二层证明表型是否依赖Matrigel或具体ECM条件。

第三层通过更定义的基质、受体干预或原位模型建立因果。

这样得到的结论会远远强于“敲低组皮下瘤更小”。

1、可以根据细胞特性优化移植条件

针对不同肿瘤细胞、原代细胞和PDX来源材料，比较细胞数、接种体积、Matrigel比例和接种位置，建立稳定又不过度依赖外源基质的模型。

2、可以开展±Matrigel平行移植实验

针对ECM、Integrin、FAK、YAP、干性和血管生成等方向，直接比较有无Matrigel条件下的成瘤率、潜伏期和生长动力学。

3、可以设计Gene×Matrix双因素实验

将基因敲低、过表达或药物处理与不同ECM条件组合，判断体内表型是否存在matrix dependency。

4、可以开展Growth Factor Reduced Matrigel比较

针对生长因子相关课题，比较普通Matrigel和GFR Matrigel，分析表型更多依赖可溶性因子还是ECM结构。

5、可以开展不同ECM条件验证

根据研究目标进一步使用胶原、层粘连蛋白或其他适合材料，逐步拆解Matrigel中的关键补偿成分。

6、可以开展移植瘤成瘤动力学分析

分别评价tumor take、latency和后续growth rate，避免将肿瘤起始和肿瘤持续生长混在同一个终点中解释。

7、可以开展极限稀释移植实验

通过多梯度细胞接种和规范统计评价tumor-initiating capacity，同时控制宿主、基质和观察周期。

8、可以开展移植瘤组织病理和微环境分析

根据课题评价增殖、坏死、血管、ECM、CAF以及相关细胞状态，将体积变化进一步连接到真正组织机制。

9、可以开展ECM—受体—信号机制验证

围绕Integrin、FAK、Src、AKT、ERK、YAP/TAZ等方向，根据结果进一步设计阻断、rescue和交叉验证。

10、可以开展血管生成相关研究

针对Matrigel可能影响的血管环境，结合肿瘤血管数量、成熟度和必要的功能指标判断候选机制究竟作用于肿瘤细胞还是宿主血管。

11、可以开展皮下和原位模型交叉验证

皮下模型完成高效率PoC以后，对侵袭、器官微环境和转移相关机制进一步升级到原位模型，判断Matrigel环境中的效应能否在真实器官生态中保留。

12、可以开展固定时间与size-matched取材设计

对于两组肿瘤生长差异较大的机制研究，分别解决最终生物学结局和同疾病阶段分子机制，降低肿瘤大小本身造成的缺氧、坏死和微环境混杂。

Matrigel在移植瘤实验里并不是一个应该被简单否定的材料。

很多情况下，没有它，模型甚至无法稳定建立。

真正需要改变的是一种很常见的实验习惯：因为别人做皮下瘤都加Matrigel，所以自己的所有细胞、所有课题、所有机制也统一加1:1 Matrigel。

对于一个只想稳定建立移植瘤的实验，这种做法可能完全没有问题。

当研究已经进入ECM、Integrin、FAK、YAP、血管、侵袭、Anoikis、肿瘤干性和微环境依赖以后，Matrigel就不能继续隐身在Methods里。

它本身就在向肿瘤细胞发送生物学信号。

更有意思的是，这并不只意味着“实验容易被干扰”。

如果一个基因敲低以后无法成瘤，而Matrigel能把它救回来，我们就可以继续追究肿瘤细胞究竟缺少了哪一种ECM支持；如果加Matrigel以后某个癌基因的作用突然被放大，也可以进一步追问这个基因是不是专门帮助肿瘤细胞利用基底膜环境。

这样的设计，反而会把一个普通皮下移植瘤推进到真正的微环境机制研究。

所以做移植瘤之前，除了问“每只鼠打多少个细胞”，还值得多问一句：

这个瘤到底需不需要Matrigel？

如果需要，它帮助的究竟只是成瘤，还是已经参与了我们准备研究的那条机制？

把这一点提前想清楚，很多移植瘤实验后面的机制结论都会干净得多。