肿瘤移植模型做到候选药阶段，很多方案首先纠结的是皮下还是原位、裸鼠还是NSG、每组做多少只动物。相比之下，一个看起来更基础的问题反而容易被忽略：

到底是把肿瘤切成小块直接移植，还是消化成单细胞悬液以后再接种？

从造模角度看，两种方法最后都可以得到一个能够持续增长的移植瘤。

从药物开发角度看，它们保留下来的肿瘤信息并不一样。

肿瘤碎块移植时，进入受体动物的不只有肿瘤细胞，还包含原有的细胞排列、局部细胞外基质、部分成纤维细胞以及已经形成的细胞—细胞接触关系。尤其对于PDX和原代肿瘤，碎块移植能够在一定程度上保留患者肿瘤原有的组织结构和克隆异质性。

单细胞悬液则经历组织解离、酶消化、过滤和重新接种。原来的空间关系基本被打散，细胞需要在新的宿主环境中重新建立ECM、血管和细胞群落。它损失了一部分原始肿瘤生态，却换来了更强的实验控制力：接种多少细胞、敲掉哪个基因、分选哪个亚群、不同细胞按什么比例混合，都可以精确设计。

这也是两类模型最大的开发分界。

如果项目希望回答“这款药在一个尽量保留原肿瘤生态的系统里有没有疗效”，碎块移植通常更有价值。

如果项目希望回答“某一类肿瘤细胞、某个基因或者某个耐药亚群究竟是不是药效的直接决定因素”，单细胞悬液往往更容易建立因果。

所以真正成熟的项目不会简单讨论“哪种成瘤率更高”。

更重要的问题是：当前这一轮动物实验，是为了验证整体药效，还是为了拆药物机制。

肿瘤碎块移植最核心的特点，是把一小段已经形成的组织直接转移到新的宿主。

这块组织里，肿瘤细胞仍然保持一部分原来的邻接关系和空间结构，ECM也没有经历完全酶解。对于PDX而言，早代样本中还可能保留部分患者来源的基质成分。

单细胞悬液则完全不同。

组织被消化以后，原来的三维结构被拆开，细胞之间的连接大量消失，ECM被破坏，部分膜蛋白还会受到消化酶影响。最终接种的是一群重新混合的单细胞。

进入动物以后，它们需要重新完成黏附、存活、克隆扩增、血管招募和基质建立。

所以两种方法真正比较的，是“带着原来的组织关系继续长”和“把细胞重新洗牌后再长”。

这个差异会一直传递到药效结果。

一个实体瘤真正具有药物反应的，并不只有癌细胞。

坏死区、低氧区、血管周围区域、CAF富集区和高增殖区往往同时存在，不同克隆也可能占据不同空间。

把肿瘤直接切成碎块移植时，这种局部组织关系能够在一定程度上被带过去。

虽然进入新宿主后仍然会发生重构，但它不需要从完全离散的单细胞重新开始。

对于PDX来说，这一点尤其重要。

患者肿瘤中原本就存在多个克隆。如果先消化成单细胞，一些细胞可能更耐消化、更容易存活、更适合重新接种，最终建立起来的肿瘤就可能偏向这些亚群。

碎块移植减少了这一次额外的体外筛选。

因此，如果项目关心的是一个候选药面对完整肿瘤异质性时能不能产生稳定疗效，碎块往往更接近真实开发问题。

单细胞悬液最大的优势，是可以控制“谁被种进去”。

例如研究Gene X时，可以分别制备NC、KO和rescue细胞。

研究耐药亚群时，可以通过流式分选得到Marker高和Marker低群体。

研究肿瘤干性时，可以进行10⁵、10⁴、10³、10²等梯度极限稀释。

研究两种细胞互作，还可以按照1:1、1:4或者其他固定比例进行混合。

这些设计放到肿瘤碎块里会非常困难。

一块肿瘤组织里面到底有多少Gene X高表达细胞、多少CAF、多少坏死区域，很难像细胞悬液一样精确控制。

因此单细胞模型特别适合回答“某个细胞变量是否足以改变肿瘤生长和药物反应”。

它牺牲了一部分原始生态，却换来了实验可操控性。

对机制研究和候选药target validation来说，这种能力非常重要。

把一个肿瘤消化成单细胞，看起来只是实验操作，实际上已经进行了一次选择。

实体瘤里的细胞并不是都一样容易被消化和存活。

部分细胞与ECM结合非常紧密，解离过程中更容易受损；部分低氧、衰弱或者高度分化细胞离开原有微环境以后迅速死亡；有些具有较强失巢耐受和应激能力的细胞则更容易活下来。

过滤和离心还会进一步排除部分大细胞团。

所以最终得到的单细胞悬液并不一定等比例代表原肿瘤。

如果后面还需要体外培养几天、抗生素筛选或者扩增，这种选择会继续增强。

对于研究细胞内在机制，这种标准化有时反而是优势。

对于希望保留患者原始肿瘤组成的药效模型，就需要意识到它可能造成克隆偏移。

碎块移植更保留肿瘤生态，但不能因此把它理解成“把患者肿瘤原封不动搬进小鼠”。

移植以后，原有人源血管无法长期维持完整供血，新肿瘤逐渐依赖宿主鼠源血管。

人源免疫细胞也会逐渐消失。

随着PDX不断传代，人源CAF和其他基质成分会在不同程度上被鼠源细胞替代。

所以碎块真正保留得比较好的，是肿瘤细胞克隆组成、部分组织结构和早期空间关系。

完整患者免疫微环境仍然无法长期复制。

这对企业项目非常重要。

如果候选药主要靶向癌细胞，PDX碎块模型具有很高价值。

如果产品直接作用人CAF、人免疫细胞或者特定人源配体—受体，后期就需要进一步确认目标细胞在当前传代PDX中到底还剩多少。

PDX最大的价值之一，就是避免肿瘤细胞长期二维培养以后发生明显漂移。

患者组织进入动物后直接形成肿瘤，再通过肿瘤碎块连续传代，可以较好维持一部分原始组织学、驱动突变和克隆异质性。

如果每一代都重新消化成单细胞再种，模型会额外经历细胞解离、筛选和重新建瘤。

对于以药敏和患者异质性为主要目的的PDX项目，这些步骤通常没有必要。

因此常规PDX药效更常采用标准化肿瘤碎块移植。

尤其是准备比较多个患者来源模型时，重要的是让每个PDX尽可能维持自己的组织特征。

这时候碎块比单细胞更符合模型定位。

细胞系来源移植瘤（Cell-Derived Xenograft，CDX）的起点本来就是体外培养细胞。

既然已经脱离患者原始组织结构，继续强调保存原始肿瘤生态意义有限。

反而是细胞数、活率和基因状态的可控性更加重要。

因此CDX非常适合单细胞悬液接种。

尤其是比较不同基因、不同候选化合物敏感性、不同耐药株或者不同细胞亚群时，固定接种数量可以减少模型噪声。

例如每只动物统一接种5×10⁶个活细胞，NC和KO使用相同passage、相同活率和相同接种体系。

这种设计更有利于把后续肿瘤差异归到细胞本身。

所以CDX和PDX实际上天然偏向两种不同的移植逻辑。

假设一款药物靶向肿瘤细胞的生存通路。

在单细胞CDX中，肿瘤形成过程从高度离散状态重新开始，细胞非常依赖早期黏附、应激耐受和快速扩增。

候选药如果正好影响这些过程，药效可能非常强。

换成成熟肿瘤碎块以后，细胞已经处在稳定ECM和局部细胞群落中，一部分生存信号可以被微环境补偿。

同一个靶点的药效幅度可能因此下降。

反方向也会发生。

一些靶向CAF、ECM或者血管微环境的候选药，在单细胞新生瘤早期可能看不出明显差异，到了碎块移植形成的成熟组织环境中反而效果更强。

所以跨模型药效发生变化，并不一定意味着哪一套模型“做错了”。

更重要的是判断候选药作用发生在哪一个生态层。

肿瘤异质性最怕的是人为瓶颈。

如果一个患者肿瘤里原本存在十几个亚克隆，经过消化、短期培养、筛选和重新移植以后，最后可能只剩下几个最适合体外和移植环境的克隆。

碎块可以减少这一过程。

尤其在药物治疗前后比较时，保留多个共存亚群非常重要。

一个候选药可能把主克隆压下去，却让原本很少的耐药亚群扩张。

如果模型在开始阶段已经因为单细胞重建丢掉了这个亚群，后面很难观察真实耐药演化。

因此，对于研究克隆选择、患者间药敏差异和获得性耐药，PDX碎块具有很强优势。

肿瘤干性研究的关键在于比较单个或少量细胞启动肿瘤的能力。

碎块显然不适合回答这个问题。

一块1 mm³或者2 mm³的组织里到底有多少活肿瘤细胞、多少TIC、多少基质细胞，很难精确计算。

单细胞悬液则可以进行极限稀释。

还可以提前通过流式分选不同亚群，再比较各自的take rate、latency和tumor-initiating frequency。

如果进一步进行二次移植，还可以评价自我更新。

所以研究肿瘤干性、起始细胞和某一细胞亚群是否真正具有成瘤能力，单细胞体系明显更加合适。

但企业项目如果最终希望证明一款干性靶向药能够处理真实异质性肿瘤，后面仍然值得回到碎块PDX接受挑战。

如果候选药直接作用CAF、胶原、基质硬度、LOX、Integrin或者其他ECM机制，碎块模型通常更值得提高权重。

因为它至少从一开始保留了一部分已经形成的基质结构。

单细胞接种以后，肿瘤需要重新招募宿主成纤维细胞并重新合成ECM，早期阶段更像“从零开始搭建微环境”。

这对于研究ECM形成过程很有价值，却不完全等同于治疗一块已经高度纤维化的成熟肿瘤。

所以同一款抗基质药可以采用两种设计。

单细胞模型回答“能不能阻止基质形成”。

成熟碎块模型进一步回答“既有基质已经形成以后还能不能改变”。

这和其他慢性疾病中区分prevention与treatment的逻辑非常相似。

单细胞接种形成肿瘤时，早期需要快速建立新血管。

因此抗血管生成候选药从成瘤初期开始给药，很容易得到明显抑瘤结果。

但这更接近阻止肿瘤建立血供。

成熟碎块移植以后，组织内部已经存在一定结构基础，不过移植后仍然需要宿主重新建立灌注。

如果等到肿瘤长到明确体积后再治疗，则更接近对既有肿瘤血管系统的干预。

所以对于抗VEGF、血管正常化或者周细胞相关产品，移植方式和治疗起点应该一起设计。

如果候选药真正面向成熟实体瘤，仅靠“单细胞接种当天开始用药”很容易高估临床效果。

单细胞CDX对于细胞内在靶点非常干净。

但肿瘤进入患者体内以后，靶点依赖可能受到微环境补偿。

例如一个体外高度依赖某条RTK通路的肿瘤细胞，在复杂PDX中可能同时获得CAF来源配体、ECM信号和旁路生长因子支持。

药物单独阻断目标以后，疗效就可能明显缩水。

这并不代表CDX没有价值。

它非常适合证明target engagement和基础体内依赖。

问题在于，核心候选物如果只停留在一个高度标准化的单细胞CDX，得到的是“在理想目标依赖环境中有效”。

进入多个碎块PDX以后，才能进一步回答药物面对真实异质性和微环境补偿时还能不能有效。

单细胞体系最大的优势之一，是可以人为重建肿瘤克隆结构。

假设一个耐药亚群只占1%。

可以把敏感和耐药细胞按照99:1、90:10、50:50等比例混合，再接种到动物。

随后给予候选药，看治疗是否会选择性富集耐药亚群。

还可以分别给两个亚群做荧光、条形码或者其他标记，持续追踪克隆比例。

这种实验很适合研究“耐药细胞需要多少比例才能决定整体疗效”。

碎块PDX在真实异质性方面更强，但各克隆起始比例往往不容易人为控制。

所以耐药机制最好的策略经常是：

先用单细胞重建模型建立因果，再回到自然异质性的PDX验证。

碎块移植最大的技术问题之一，就是很难像单细胞一样精确标准化接种剂量。

一块2 mm³的肿瘤和另一块2 mm³的肿瘤，几何体积看起来一样，但内部活肿瘤细胞比例可能完全不同。

其中一块可能来自高增殖边缘区，另一块可能含有明显坏死或纤维化。

最终可存活肿瘤细胞数量自然不同。

所以碎块模型需要严格控制来源区域和大小。

通常应尽量避开明显坏死、液化和高度纤维化区域，统一切块尺寸，并在同一批次中随机分配到不同实验组。

对于PDX药效，起始碎块差异是一个很重要的模型噪声来源。

单细胞悬液虽然更容易标准化，但“细胞数越多越保险”并不一定适合机制研究。

一次接种10⁷个细胞，确实能够快速、稳定成瘤。

与此同时，大量细胞聚集可以明显降低单细胞独立存活压力，也会提高局部旁分泌浓度。

一些影响肿瘤起始、失巢抵抗和克隆形成的机制可能因此被掩盖。

如果研究的是普通药效，选择能够稳定成瘤且变异较低的细胞数即可。

如果研究tumor initiation、干性或者低频耐药克隆，就需要进一步降低细胞数并建立剂量梯度。

所以单细胞模型真正应该标准化的是“适合科学问题的细胞数量”。

并非单纯追求最高take rate。

单细胞接种经常和Matrigel一起使用。

这会给原本被完全打散的细胞重新提供一套人工基底膜环境，显著提高黏附、生存和成瘤率。

结果上，它会让单细胞模型重新获得一部分“基质支持”。

但这种支持不是原来肿瘤自己形成的ECM，而是外源人工基质。

所以研究ECM、Integrin、FAK、YAP、血管、侵袭和肿瘤干性时，Matrigel本身需要单独考虑。

碎块移植已经携带一定原有ECM，如果再额外加入大量Matrigel，又会进一步改变模型。

对于药企候选物确认，不建议把“碎块+Matrigel”和“单细胞+Matrigel”简单认为只是两种不同接种方式。

此时ECM来源已经成为第三个变量。

会。

皮下环境与很多肿瘤原发器官差异很大，所以外源基质和肿瘤碎块原有结构的影响可能更加明显。

原位环境则能够提供器官特异的ECM、血管、神经、淋巴和旁分泌信号。

例如胰腺癌单细胞进入胰腺以后，可以重新招募非常强的基质反应；乳腺癌进入乳腺脂肪垫后，也会面对更加匹配的组织微环境。

所以原位模型会在一定程度上降低“皮下陌生环境”带来的偏差。

但原位并不会消除碎块和单细胞之间的差异。

单细胞依然经历了一次生态重建，碎块依然能够带入原有细胞群落和ECM。

真正需要根据产品机制组合选择。

碎块和单细胞模型的早期成瘤过程不同，因此治疗起点也不能机械套用。

如果单细胞接种当天就开始治疗，候选药可以作用于细胞存活、黏附、血管建立和肿瘤起始。

这和治疗成熟肿瘤完全不同。

碎块虽然已经有组织结构，但移植以后同样需要重新建立宿主灌注。

因此接种后立即用药也会干预早期engraftment。

对于真正的治疗性候选药，更适合等肿瘤达到预设体积以后再随机分组。

例如达到100～200 mm³再开始给药。

这样候选药面对的是已经稳定建立的肿瘤。

如果产品本身就是预防复发、术后微小残留病灶或者阻止定植，则可以有意提前治疗，但需要把临床场景写清楚。

肿瘤体积是最重要的纵向终点之一，但它只描述几何变化。

碎块模型内部可能存在更多ECM、坏死和不同细胞成分。

单细胞模型也可能因为候选药改变液体、基质或者细胞密度，使体积和真实活肿瘤细胞负荷不完全同步。

所以核心候选物阶段，最好进一步结合终点瘤重、viable tumor area、坏死、Ki67、凋亡以及与产品MOA直接相关的PD。

如果是PDX，还可以进一步分析组织学和关键分子特征是否仍然保持。

尤其在抗纤维化、血管和基质类药物中，体积变化可能并不大，却可能已经明显改变肿瘤结构。

这种产品不能只依靠TGI判断价值。

单细胞CDX通常具有比较清晰的肿瘤细胞背景，适合建立直接的tumor exposure—target engagement—growth inhibition关系。

如果候选药靶向某个肿瘤细胞受体，可以检测肿瘤组织药物浓度、近端磷酸化或者下游通路，再与TGI关联。

碎块PDX内部异质性更强，PD分析也需要进一步考虑靶点到底分布在哪些细胞。

如果目标蛋白只在肿瘤细胞某个亚群中表达，整体组织WB很容易把信号稀释。

如果产品靶向CAF、血管或ECM，则需要进一步区分人源和鼠源成分。

因此模型越生态化，PD设计越不能只做一个全瘤平均值。

候选药究竟打中了谁，需要先确定。

这张表最核心的逻辑是：

越需要保留原肿瘤生态，碎块权重越高。

越需要控制细胞变量，单细胞权重越高。

真正有价值的第二模型，需要补第一模型缺失的信息。

这两种移植方式最大的价值，其实就在于互补。

单细胞把机制拆干净。

碎块再把药物放回复杂肿瘤中接受考验。

1、把碎块和单细胞悬液理解成两种可以随意替换的接种方法，没有考虑它们保留的肿瘤信息完全不同。

2、PDX每一代都常规消化成单细胞再移植，却同时声称最大程度保留患者原始组织生态。

3、碎块移植以后认为患者原始微环境被完整保留，没有考虑人源血管、免疫和基质逐渐被鼠源成分替代。

4、单细胞消化以后直接认为获得的是原肿瘤所有细胞的等比例样本，没有评估解离和存活选择。

5、单细胞模型体内药效特别强，就直接外推复杂患者肿瘤，没有增加PDX或其他异质性模型。

6、碎块PDX出现药物敏感，却没有通过细胞或分子模型确认候选靶点是否真正驱动药效。

7、碎块大小只靠肉眼控制，不统一尺寸，也不避开明显坏死区域。

8、不同实验组碎块来自不同原瘤区域，使初始活细胞和克隆组成发生系统差异。

9、单细胞接种只追求高take rate，一次注射过多细胞，导致肿瘤起始相关机制被掩盖。

10、不同组接种细胞数相同，却没有确认细胞活率相同。

11、基因敲低组活率明显更低，仍按总细胞数接种，最后把起始有效细胞数量差异解释成体内肿瘤机制。

12、单细胞接种加入Matrigel以后，没有评估研究机制是否与ECM、Integrin、FAK或血管生成重叠。

13、碎块模型已经携带原有ECM，又额外加入大量Matrigel，没有说明必要性。

14、单细胞接种当天开始给药，最终肿瘤变小以后直接定义为治疗成熟实体瘤。

15、碎块移植当天开始治疗，却忽略药物同时影响engraftment和早期再血管化。

16、两种模型都只看肿瘤体积，没有根据候选药类型增加viable tumor、坏死、ECM、血管或细胞组成。

17、抗CAF或者ECM药在单细胞新生瘤中有效，就直接定义为能够治疗高度纤维化成熟肿瘤。

18、抗血管生成药从接种第一天开始给，主要阻断早期血管建立，却直接外推治疗已有肿瘤血管。

19、PDX高传代模型继续被称为完整患者微环境模型，没有确认人源基质保留程度。

20、全瘤WB检测某个细胞特异靶点，没有考虑碎块PDX里宿主鼠源细胞会稀释信号。

21、CAF、内皮和巨噬细胞研究没有使用人鼠物种区分策略。

22、碎块模型和单细胞模型药效不同以后，只挑选效果更漂亮的一套，没有分析差异来自异质性还是微环境。

23、第一模型阳性以后第二轮只继续改变剂量，没有改变肿瘤生态复杂度。

24、单细胞机制模型和PDX疗效模型完全分开，没有建立同一个靶点在两个层级中的target engagement。

1、先明确这一轮动物实验究竟要回答什么

如果目标是快速验证肿瘤细胞靶点和候选物PoC，单细胞CDX通常更加高效。

如果目标是确认核心候选物在患者样异质性和复杂组织环境中的疗效，碎块PDX权重更高。

2、早期用单细胞体系提高实验可控性

统一细胞数、活率、passage和接种条件。

需要基因干预时，提前完成KO、过表达、rescue或者耐药株构建。

这一阶段优先建立target engagement和体内药效关系。

3、肿瘤起始和成熟肿瘤治疗分开

接种当天干预更接近tumor establishment。

等肿瘤达到预设体积以后随机治疗，才更接近成熟肿瘤药效。

产品临床定位决定使用哪一种。

4、核心候选物进入碎块PDX

选择具有目标靶点表达和相应分子背景的PDX。

通过标准化碎块移植降低解离造成的额外克隆筛选。

5、PDX治疗前做好基线分层

等肿瘤达到预设范围以后，根据肿瘤体积分层随机，避免初始瘤体差异影响TGI。

如果多个PDX并行，还需要把模型间天然增殖速度纳入方案。

6、将肿瘤体积和肿瘤组成分开评价

体积和瘤重负责整体负荷。

病理负责viable tumor、坏死、增殖和凋亡。

微环境药物进一步增加CAF、ECM、血管和相应PD。

7、两种模型使用同一套核心target engagement

单细胞CDX中证明靶点被命中以后，进入PDX仍然需要确认相同药理链存在。

否则“CDX有机制、PDX有疗效”之间仍然缺少连接。

8、PDX药效异质后返回单细胞体系拆机制

如果Model A敏感、Model B耐药，可以分别分离细胞或者建立对应体外体系。

进一步比较靶点依赖、旁路信号和耐药亚群。

让PDX负责发现临床异质性，单细胞模型负责解释原因。

9、微环境候选药提高碎块模型和治疗性窗口权重

对于CAF、ECM和成熟血管类产品，应尽量让相关病理先形成，再开始治疗。

避免长期只证明“药物阻止肿瘤建立微环境”。

10、必要时从皮下升级到原位

如果候选药高度依赖器官特异ECM、神经、血管或转移环境，皮下PoC完成以后进一步进入原位。

这一步增加的是器官生态信息。

11、根据产品机制建立组织PK/PD

小分子可以连接血浆和肿瘤暴露。

抗体和大分子进一步考虑肿瘤穿透。

微环境药物需要确认药物究竟进入了肿瘤细胞、CAF还是血管区域。

12、第一模型阳性以后主动增加生态复杂度

单细胞CDX阳性后，尽量让核心候选物面对碎块PDX。

如果PDX先发现疗效，再用可控单细胞体系拆靶点和耐药机制。

两套模型形成前后互证。

13、最后用多个独立模型验证可重复性

一个PDX只能代表一个患者肿瘤。

进入真正候选物确认后，根据靶点表达和分子背景扩展多个PDX，观察responders和non-responders。

进一步寻找预测药效的biomarker。

14、最终形成真正的Go/No-Go证据链

一个成熟的实体瘤候选药，最好能够先在可控单细胞模型中证明明确target engagement和细胞因果；进入复杂碎块PDX以后，核心药效仍然存在；不同患者来源模型之间出现敏感和耐药差异时，还能够解释这种异质性来源，并建立可用于后续患者分层的biomarker。

这时动物实验才从“这个药能不能把一个瘤打小”推进到真正的候选药开发。

1、可以根据候选药机制选择碎块或单细胞移植

针对肿瘤细胞内在靶点、CAF、ECM、血管、干性、耐药和患者异质性等不同方向，确定更合适的第一模型。

2、可以建立标准化单细胞CDX模型

控制细胞数量、活率、接种体积和Matrigel条件，为多个候选物和多个剂量提供高重复性早期PoC。

3、可以建立肿瘤碎块移植模型

标准化碎块尺寸、来源区域和接种流程，用于PDX、成熟肿瘤和微环境相关产品评价。

4、可以开展皮下和原位不同移植方式

根据肿瘤类型和候选药机制选择皮下、原位及其他适合的接种位置，将模型复杂度逐步提高。

5、可以开展基因干预单细胞移植

针对KO、敲低、过表达和rescue细胞，建立体内细胞因果验证，并将target engagement与肿瘤生长连接。

6、可以开展不同细胞亚群分选和重建实验

针对肿瘤干性、耐药和异质性研究，将特定细胞亚群按预设比例重新组成移植瘤，判断不同亚群对药效的真实贡献。

7、可以开展极限稀释成瘤实验

通过不同细胞数量梯度评价tumor-initiating capacity，同时控制宿主和基质条件。

8、可以开展PDX模型药效评价

针对核心候选物使用患者来源肿瘤碎块，评价不同分子亚型和不同患者来源模型中的药效差异。

9、可以开展PDX与CDX交叉验证

CDX负责靶点和细胞因果，PDX负责异质性和复杂肿瘤生态，形成两层互补证据。

10、可以开展标准化治疗性给药设计

待肿瘤达到预设体积以后分层随机再开始治疗，降低候选药对engraftment和肿瘤起始的干扰。

11、可以开展肿瘤组织病理评价

结合viable tumor、坏死、Ki67、凋亡及候选药对应机制，减少仅依赖游标卡尺体积的局限。

12、可以开展肿瘤微环境评价

针对CAF、ECM、血管及相关产品分析肿瘤组织结构和局部细胞组成，将整体抑瘤效果进一步拆到具体作用位置。

13、可以开展人鼠物种区分检测

对于PDX和人源异种移植模型，区分人源肿瘤和鼠源CAF、内皮及其他宿主细胞，提高微环境机制解释准确性。

14、可以开展肿瘤组织PK/PD

建立血浆暴露、肿瘤组织浓度、target engagement和最终TGI之间的关系，为候选药剂量选择提供依据。

15、可以根据第一模型结果设计第二模型

单细胞CDX阳性以后进入碎块PDX，PDX出现异质性以后回到单细胞体系定位耐药机制；对于高度器官依赖产品进一步升级原位模型。

肿瘤碎块移植和单细胞悬液移植真正的差别，并不只是操作方式不同。

碎块带进去的是一小块已经形成的肿瘤组织。

单细胞带进去的是一群需要重新建立肿瘤的细胞。

前者更容易保留克隆异质性、局部ECM和部分原有组织关系，因此更适合回答一款候选药面对复杂肿瘤生态时还能不能发挥作用。

后者把很多复杂变量拆掉，却可以精准控制细胞数量、基因状态和细胞亚群，因此特别适合回答某一个细胞因素是不是药效的直接原因。

对于医药企业来说，两种模型最有价值的使用方式，也通常不是长期二选一。

早期可以利用单细胞CDX快速完成靶点验证、剂量探索和细胞因果，把候选物先筛出来。

进入核心候选物以后，再让药物面对碎块PDX中的异质性、微环境和患者间差异。

如果PDX里出现有的模型敏感、有的耐药，再回到可控的单细胞系统把原因拆出来，最终形成biomarker。

这样一套路径，实际上是在逐渐增加候选药面对的生物学难度。

单细胞模型负责把问题问清楚。

碎块模型负责看看这个答案到了真实复杂肿瘤里还成不成立。

这两层都做完以后，移植瘤实验才真正从“把瘤种出来以后测体积”，推进到了候选药开发最需要回答的问题：

这个药究竟打中了哪一类细胞，为什么有效，以及当肿瘤重新变回一个复杂生态系统以后，这种药效还能不能保留下来。