做黑色素瘤免疫联合候选药时，B16F10和YUMM1.7都很常见。

两者都可以接种到C57BL/6免疫完整小鼠中，也都能用于anti-PD-1联合研究。因此很多项目选择模型时，首先考虑的是哪个成瘤更稳定、哪个更容易形成药效差异。

到了核心候选物阶段，这种选择逻辑还不够。

B16F10和YUMM1.7并没有提供同一种黑色素瘤免疫环境。

B16F10来源于经典B16黑色素瘤体系，并经过肺转移能力筛选，具有生长快、侵袭性强、免疫治疗难度较高等特点。其遗传背景与临床常见BRAF V600E黑色素瘤存在明显距离，MHC-I表达和整体免疫原性也相对偏低，因此经常被用于高难度免疫治疗压力测试。

YUMM1.7则具有Braf V600E、Pten缺失和Cdkn2a缺失等较明确的黑色素瘤相关遗传背景。近年的直接模型比较还发现，与B16系列相比，YUMM1.7在肿瘤生长速度、趋化因子释放以及淋巴和髓系细胞浸润方面均存在明显差异。一些实验体系中，YUMM1.7对PD-1阻断的响应也高于B16F10。

所以，B16F10更难治，并不意味着它适合所有PD-1联合产品；YUMM1.7拥有更典型的驱动基因背景，也不意味着它天然更接近所有临床黑色素瘤。

真正需要根据候选药判断的是：

产品准备增强已经存在的抗肿瘤T细胞反应，还是准备把一个低免疫原性、低T细胞浸润的肿瘤重新拉回PD-1可响应状态；候选药是否同时作用BRAF/PTEN相关生物学；未来临床定位又是初治联合，还是PD-1低响应患者。

模型选得太容易，可能高估联合药效。

模型选得太难，也可能让一个机制正确的候选药因为缺少发挥作用的免疫基础而出现假阴性。

两种模型最直观的共同点，是都可以在C57BL/6小鼠中建立同系肿瘤，因此宿主T细胞、NK细胞、巨噬细胞和其他免疫系统能够完整参与治疗反应。

差异首先来自肿瘤细胞本身。

B16F10属于经典B16体系中的高转移亚株，具有较快生长速度和较强侵袭性。它缺少人皮肤黑色素瘤中很典型的BRAF V600E驱动背景，在一些研究中还表现出较低MHC-I表达和较弱免疫原性。

YUMM1.7是基于更明确的黑色素瘤遗传背景建立的模型，带有Braf V600E、Pten缺失和Cdkn2a缺失。

这些基因并不只是为了让模型“更像人”。

BRAF和PTEN本身就能够影响MAPK、PI3K-AKT、肿瘤代谢、PD-L1、趋化因子以及T细胞进入肿瘤的能力。

因此，当候选药涉及BRAF/MEK抑制、PI3K-AKT、YAP、代谢或者肿瘤细胞内在免疫调节时，YUMM1.7提供的遗传背景通常更容易和产品MOA形成连接。

B16F10一个很重要的特点，就是免疫治疗经常不容易做得特别漂亮。

这种“难治”反而让它长期受到免疫药物研究欢迎。

如果一款候选药能够在B16F10中明显提高anti-PD-1疗效，往往说明它具有比较强的免疫重塑能力。

尤其主打增加免疫原性、提高抗原呈递、改善T细胞进入、重塑髓系抑制或者同时影响多个TME环节的产品，B16F10可以提供较高的挑战强度。

另外，B16F10生长较快。

对于需要快速完成多个候选药和多个剂量PoC的项目，它在实验效率方面很有优势。

所以B16F10仍然非常有价值。

关键在于把它放在合适的位置。

它更适合回答的是：一个候选免疫方案在低免疫响应环境中到底有没有足够强的生物学作用。

B16F10最容易出现两个问题。

第一，肿瘤长得太快。

如果接种后很短时间内就迅速进入大体积阶段，候选免疫药真正需要完成的T细胞扩增、髓系重塑和肿瘤浸润可能还没有充分发生，动物已经接近终点。

这种情况下，小分子直接细胞毒药可能很容易显示TGI，而依赖多步免疫过程的候选药反而容易被低估。

第二，它的低免疫原性不一定和目标患者的耐药机制完全一致。

一个产品主要负责解除T细胞耗竭，但B16F10中的核心问题如果更接近“根本缺少足够T细胞进入”，候选药就缺少发挥空间。

此时阴性结果不能直接说明靶点无效。

更准确的解释可能是：

模型缺少候选药需要的免疫前提。

因此B16F10适合作为压力测试，但并不适合作为所有免疫联合候选药的第一模型。

YUMM1.7最大的优势，是可以把明确驱动基因和免疫环境放进同一套模型。

Braf V600E使它可以用于BRAF/MEK相关候选药和免疫联合。

Pten缺失则使PI3K-AKT、代谢和免疫排斥等机制更加值得关注。

Cdkn2a缺失又进一步增加了模型与部分临床黑色素瘤遗传背景的关联。

这对企业候选药很重要。

如果一款产品的临床策略就是：

BRAF/MEK抑制以后改善TME，再联合PD-1；

或者针对PTEN缺失背景下的免疫抑制进行增敏，

那么使用YUMM1.7比一个缺少相应驱动背景的B16F10更容易建立完整药理链。

这时模型不仅负责产生肿瘤。

它还负责提供候选药未来临床分层需要的遗传背景。

不能简单这样定义。

近年的直接比较显示，YUMM1.7在相近肿瘤大小下可以具有更高的淋巴细胞和髓系细胞浸润，同时分泌更多CCL2、CXCL1、CX3CL1等趋化因子。

另一些研究中，YUMM1.7对PD-1治疗的响应也高于B16F10。

这些结果说明YUMM1.7往往提供更宽的免疫观察窗口。

但它依然可以具有明显免疫抑制特征。

PTEN缺失、CDKN2A异常以及具体实验条件，都可能降低有效T细胞进入和免疫治疗响应。

甚至不同研究中的YUMM1.7对PD-1/PD-L1阻断结果并不完全一致。

所以模型不能靠一个“cold”或者“hot”标签永久定义。

正式企业项目最可靠的方法仍然是：

在自己的动物平台、自己的接种条件和自己的anti-PD-1方案下重新建立基线。

免疫候选药特别容易形成一种思路：为了证明产品强，优先找一个PD-1完全无效的模型。

这种设计对部分产品合理，对另一些产品反而不利。

假设候选药作用于T细胞共刺激受体。

它需要肿瘤里已经存在一定数量的T细胞。

如果模型几乎没有效应T细胞进入，候选药即使完全命中靶点，也很难产生明显肿瘤药效。

另一方面，如果anti-PD-1单药已经接近完全退瘤，联合方案又会遇到疗效天花板。

因此最有信息量的模型通常需要满足两个条件：

存在候选药准备解决的免疫障碍，同时仍然保留可逆的治疗窗口。

模型难度应该和MOA匹配，而不是越高越好。

B16F10更适合几类候选药。

首先是主打强TME重塑的产品。

例如髓系抑制解除、抗原呈递增强、先天免疫激活或者能够同时提高T细胞进入和杀伤能力的候选药。

第二类是希望在严格免疫环境中进行压力测试的核心候选物。

如果产品已经在一个相对响应模型中获得稳定阳性，再进入B16F10确认药效是否能够跨越更低免疫原性背景，信息量很高。

第三类是转移和肺定植相关产品。

B16F10本身具有非常成熟的高转移特征，可进一步扩展到肺转移研究。

但如果产品明确依赖BRAF V600E、PTEN或其他临床遗传亚型，B16F10的优先级就应该下降。

YUMM1.7特别适合“肿瘤细胞内在通路+免疫”双重机制候选药。

例如BRAF/MEK联合免疫、PTEN/PI3K相关免疫调节、YAP、肿瘤代谢以及部分靶向药诱导免疫重塑的产品。

它相对更慢的肿瘤动力学，在一些项目中也提供了更长的免疫干预窗口。

这对需要几天甚至更长时间完成TAM重编程、T细胞浸润和PD-1增敏的候选药尤其有价值。

如果产品准备寻找与BRAF/PTEN背景相关的biomarker，YUMM1.7也更容易建立靶点—基因型—免疫药效之间的关系。

所以对于精准免疫联合，YUMM1.7往往比单纯强调“难治”的B16F10更容易形成完整开发故事。

黑色素瘤同系模型对ICI的响应很容易受到实验条件影响。

同一个细胞系，在不同实验室中的anti-PD-1效果可能并不完全一样。

最需要标准化的包括接种细胞数、治疗起始瘤体积、抗体克隆、剂量、给药频次、动物性别和年龄。

动物房微生物环境同样可能影响免疫治疗基线。

因此在正式candidate+PD-1实验前，最好先做一个小规模baseline study。

至少需要知道：

anti-PD-1单药能产生多大TGI，是否存在明显PR/CR，个体响应差异有多大，以及治疗窗口能维持多久。

如果PD-1单药已经非常强，主打联合增效的项目可以考虑调整起始瘤体积、给药强度或者更换模型。

如果完全没有药效，则需要确认候选药MOA是否具备跨过当前免疫障碍的能力。

baseline不是形式上的阳性对照预实验。

它直接决定正式联合实验有没有足够的增量空间。

免疫联合候选药从接种后很早开始给，通常更容易获得漂亮结果。

因为这时肿瘤体积小，免疫抑制环境还没有完全建立，T细胞耗竭、髓系积累和血管屏障也相对有限。

药物很可能干预的是“免疫逃逸环境如何形成”。

临床患者接受治疗时，面对的通常已经是成熟肿瘤。

因此核心候选物最好等到肿瘤达到预设体积后进行分层随机。

比如在模型验证后确定一个既能保证稳定成瘤、又没有进入坏死和快速终点阶段的治疗起点。

B16F10尤其需要注意这一点。

治疗开始太晚，肿瘤可能增长过快，免疫药没有足够时间起效。

YUMM1.7则通常拥有更宽的时间窗口，可以更适合观察连续TME变化。

普通小分子药经常以TGI作为核心终点。

免疫治疗还需要进一步看响应的深度和持久性。

两个联合方案都可能得到80%的平均TGI，但其中一个所有动物只是中度减慢生长，另一个却出现一部分完全缓解。

临床意义明显不同。

所以核心项目可以进一步分析个体肿瘤曲线、响应比例、深度退瘤、完全缓解以及持续控制时间。

如果出现CR，还可以延长观察时间。

对于长期无瘤动物，可以进一步开展同源肿瘤rechallenge，判断是否形成抗肿瘤免疫记忆。

这种终点特别适合真正的免疫激活候选药。

如果动物停药后仍然长期控制，并在重新接种时表现出保护，产品价值已经明显超出一次短期TGI。

黑色素瘤免疫研究很容易把流式做成一个“大套餐”。

CD8、CD4、Treg、NK、DC、TAM、MDSC全部检测，然后再加一组细胞因子。

数据很多，却不一定能回答candidate为什么增敏PD-1。

更合理的方法是从候选药近端靶点开始。

如果产品靶向TAM，首先证明目标髓系群和近端PD确实改变，随后看CD8进入和功能能否恢复。

如果产品是T细胞共刺激药，核心应该放在受体占领、T细胞活化、增殖和效应功能。

如果候选药作用血管屏障，则应先证明血管状态和通透性改变，再观察T细胞是否真正进入肿瘤核心。

这样的实验最终可以形成：

target engagement→TME改变→PD-1重新获得响应→肿瘤控制。

这条链比单纯“CD8升高、TAM下降”更有开发价值。

如果候选药本身作用MAPK通路，YUMM1.7具有非常明显的模型优势。

因为它带有Braf V600E。

此时可以同时观察肿瘤细胞直接信号抑制和后续TME变化。

例如BRAF/MEK抑制以后，肿瘤抗原表达、趋化因子、血管以及T细胞浸润可能发生改变，再进一步影响PD-1疗效。

这类产品如果只使用BRAF WT的B16F10，就很难把候选药的主要肿瘤细胞作用和免疫作用放进同一个模型。

因此对BRAF/MEK+ICI、MAPK相关免疫增敏或者BRAF耐药后免疫联合而言，YUMM1.7通常更适合作为第一模型。

B16F10则可以作为后续正交压力测试，看候选药离开BRAF V600E这一有利背景以后是否还保留免疫调节能力。

这一类产品反而很适合B16F10和YUMM1.7交叉验证。

B16系列可表现出较强VEGF、ANGPT2等血管相关特征，并形成较困难的免疫环境。

YUMM1.7则可以产生较高的CCL2、CXCL1、CX3CL1等趋化信号，并具有明显的淋巴和髓系细胞浸润。

所以同一髓系候选药在两种模型中的作用可能并不一样。

一种模型更多考验它能否突破低免疫原性和血管屏障。

另一种模型则更容易观察对已经存在的髓系和淋巴细胞生态如何重新排序。

如果candidate在两套具有不同TME构成的模型中都能够提高PD-1疗效，产品的免疫机制普适性会明显增强。

免疫联合候选药同样需要明确PK/PD。

尤其是小分子髓系药、激酶抑制剂、代谢调节剂和BRAF/MEK相关产品。

首先要确认候选药在什么暴露下真正命中靶点。

随后再观察免疫生态多久开始改变。

有些target engagement在给药几小时内就出现，但TAM重新编程和CD8进入肿瘤可能需要几天。

最终肿瘤曲线分离又可能更晚。

如果这些变化具有合理时间顺序，就可以形成很清楚的药效链：

候选药暴露达到阈值后先出现近端PD，随后TME改变，之后anti-PD-1疗效才被放大。

如果肿瘤缩小发生在TME变化之前，则需要重新考虑candidate是否存在直接细胞毒或其他作用。

企业真正需要的是这种时间关系，而不是只在终点同时测一组蛋白。

第二模型真正应该补第一模型缺失的信息。

如果第一模型已经证明candidate可以增效PD-1，第二轮继续在完全相同免疫背景里增加一个剂量，主要增加的是重复性。

换一种TME，增加的才是开发风险信息。

1、认为B16F10难治，所以所有免疫候选药都优先用B16F10，没有判断候选药是否具备突破低免疫原性环境的机制。

2、认为YUMM1.7具有BRAF V600E、PTEN和CDKN2A异常，就把它直接称为“更接近临床的黑色素瘤模型”，忽略临床黑色素瘤本身高度异质。

3、完全按照文献结论认定某模型PD-1敏感或耐药，没有在本平台重新跑baseline。

4、PD-1单药已经接近完全控制，仍然用于评价第二个联合候选药，出现明显疗效天花板。

5、PD-1完全无效以后就认为模型“更高级”，却没有确认candidate能不能改变造成耐药的那一层机制。

6、两种模型使用不同anti-PD-1克隆、剂量和治疗起点，却直接比较谁更耐药。

7、肿瘤接种后很早开始治疗，免疫抑制环境还未形成，就声称候选药逆转PD-1耐药。

8、B16F10生长过快，治疗窗口过短，却把candidate没有药效直接解释成靶点失败。

9、只比较平均TGI，没有观察个体响应和完全缓解比例。

10、出现CR以后立即终止实验，没有继续观察durability或rechallenge。

11、看到CD8增加就直接定义“cold-to-hot转换”，没有检测T细胞位置和功能。

12、TAM减少就直接认定髓系抑制解除，没有连接后续T细胞恢复和PD-1增敏。

13、候选药有明显直接抑瘤作用，却把所有联合增效都解释成免疫机制。

14、BRAF/MEK相关产品使用B16F10作为唯一模型，没有对应BRAF V600E驱动背景。

15、免疫流式一次做大量亚群，没有围绕target engagement形成清楚机制链。

16、只在终点测免疫细胞，无法判断TME重塑发生在肿瘤缩小之前还是之后。

17、候选药和anti-PD-1联合有效，却没有candidate单药和PD-1单药，无法判断真实增量。

18、第一模型阳性后第二轮只继续改变candidate剂量，没有真正更换免疫生态或耐药阶段。

1、可以根据候选药MOA选择B16F10或YUMM1.7

针对T细胞激活、髓系重塑、抗血管、BRAF/MEK联合、代谢和其他免疫调节候选药，判断更适合从低免疫原性压力模型还是明确遗传背景模型开始。

2、可以建立B16F10同系免疫模型

用于低免疫原性环境下的候选药筛选、PD-1联合和高难度免疫压力验证。

3、可以建立YUMM1.7同系免疫模型

利用Braf V600E、Pten缺失和Cdkn2a缺失背景，开展精准靶向与免疫联合以及TME机制研究。

4、可以开展anti-PD-1 baseline验证

在正式候选药实验前确定当前平台中B16F10和YUMM1.7的PD-1基础响应、个体差异和治疗窗口。

5、可以设计不同治疗起点

比较早期干预和成熟瘤治疗，判断候选药主要阻止免疫抑制形成，还是能够逆转已经建立的TME。

6、可以开展标准化PD-1联合药效

设置vehicle、candidate、anti-PD-1和联合组，通过预设瘤体积分层随机，评价候选药在PD-1基础上的真实增量。

7、可以开展肿瘤免疫流式

根据候选药机制评价CD8⁺T细胞、CD4⁺T细胞、Treg、NK、TAM、MDSC等关键群体，并围绕近端靶点减少无目的检测。

8、可以开展T细胞功能评价

根据项目进一步分析活化、增殖、细胞毒和耗竭状态，判断进入肿瘤的CD8⁺T细胞是否真正恢复功能。

9、可以开展髓系免疫机制研究

针对TAM、MDSC和趋化轴候选药，建立“髓系PD—TME重塑—T细胞恢复—PD-1增敏”的机制链。

10、可以开展组织空间免疫评价

分析免疫细胞位于肿瘤核心还是边缘，避免单纯用总CD8面积代替真实T细胞浸润能力。

11、可以开展血浆和肿瘤PK/PD

建立候选药暴露、target engagement、免疫环境变化和最终抗肿瘤药效之间的时间关系。

12、可以开展长期缓解和停药观察

对产生明显退瘤或CR的候选方案延长观察，评价治疗停止后的复发情况和疾病控制持久性。

13、可以开展肿瘤rechallenge

针对长期无瘤动物重新接种同源黑色素瘤，评价是否形成保护性抗肿瘤免疫记忆。

14、可以根据第一模型结果设计第二模型

YUMM1.7阳性后进入B16F10增加低免疫原性挑战，B16F10阳性后进入YUMM1.7增加BRAF/PTEN相关背景，使第二模型真正改变候选药面对的TME。

15、可以进一步升级耐药和转移模型

对于主打PD-1失败、BRAF/MEK耐药、脑转移或肺转移的核心候选物，根据产品定位继续升级疾病阶段，而不是长期停留在一个皮下同系模型。

B16F10和YUMM1.7之间没有一个适用于所有黑色素瘤免疫候选药的固定答案。

B16F10的优势来自高难度。

它生长快、免疫原性较低，很多免疫治疗很难获得强响应，因此特别适合检验一款候选药到底有没有能力撬动一个非常不利的TME。

YUMM1.7的优势则来自更加明确的肿瘤遗传背景，以及在一些实验条件下更宽的免疫观察窗口。

对于BRAF/MEK、PTEN相关免疫调节、代谢和精准免疫联合，它通常能够提供比B16F10更多的机制信息。

所以企业真正需要避免的是两种极端。

一看到candidate主打免疫耐药，就直接选择最难的B16F10；或者因为YUMM1.7遗传背景更接近部分临床黑色素瘤，就把它当成所有项目的统一升级模型。

更合理的选择顺序是先把candidate的作用位置说清楚。

药物需要已有T细胞才能工作，就给它保留一定免疫响应基础。

药物主打把冷肿瘤变热，就让它真正面对低免疫原性环境。

产品同时作用BRAF/PTEN和免疫，则优先选择能够保留这些驱动背景的模型。

第一模型完成PoC以后，再主动换一种TME做第二轮验证。

这样第二模型才会真正告诉企业：

这款候选药只在某一种特别有利的黑色素瘤免疫生态中有效，还是当肿瘤遗传背景、免疫浸润和PD-1基础响应发生变化以后，它仍然能够稳定增加治疗获益。

这才是B16F10和YUMM1.7真正应该为PD-1联合候选药开发提供的信息。